（一）传统筛选方法
克隆技术的选择在很大程度上依赖于特定细胞株的不同表现。克隆贴壁细胞相对容易，可在培养皿、微孔板或培养瓶中培养，因为其低密度的时候就很容易确认各个克隆。筛选途径包括斑点技术，克隆环和有限稀释法等。对悬浮细胞而言，通常需要固定化载体，比如把细胞接种到凝胶上（琼脂或者琼脂糖），或者像甲基纤维素之类的高黏性溶液中。
到目前为止，最常用的方法是有限稀释克隆（limited dilution clone，LDC），虽然这种方法劳动密集，通量较低，但由于其相对简单，成本也较低，还是得到了广泛应用。LDC方法就是将低密度细胞悬液分配到微孔板上，保证平均每个孔少于1个细胞。在显微镜下观察微孔板，标记每个含有单个细胞的孔板以便后续分析。如果细胞保持活性并扩增，那将会在微孔板里产生一个独立的细胞克隆，细胞悬液可通过酶联免疫吸附法（ELISA）等方法检测表达；表达浓度高的微孔可挑选出来进行下一步增殖。为了确保获得纯的单克隆，通常需要进行两次以上的克隆筛选。
尽管与其他传统筛选方法相比，LDC筛选高表达细胞能获得较高表达量，但这种方法还需要后续的产品分析，经常要花费8个月以上，并且产生高额费用。实际上每个品种只有几百个克隆能被定性检测，因为检测克隆数目较少，错过高表达细胞克隆的风险也在增加。与所有传统方法一样，LDC方法是假定单个细胞的分配，没有考虑到多细胞的聚集而带来的生长优势。这就无法完全确认细胞株的产生起源于同一个细胞，而只能说细胞株有克隆的可能性。对LDC方法的统计分析显示，经过反复多次处理后仍然不能保证其单克隆化[28，29]。所有的传统克隆方法都需要下游分析确认表达水平，由于不能在单个细胞的基础上检测蛋白分泌物，必须对亚克隆进行扩增。下游检测水平的敏感度不高，意味着这些方法受限于可有效分析的细胞数目。一定数量的细胞蛋白表达遵循这样的规律，大部分细胞表达没有明显差异，只有少数细胞会有高于平均水平的表达。这就可以预测，要发现一个良好特性的细胞株，需要评估成千上万的细胞克隆，对所有的传统筛选方法而言这都是不可能的。
（二）流式细胞术和细胞分选
使用流式细胞术对细胞进行筛选的优势在于筛选细胞数目大幅增加。每秒可以分析数万个细胞，亚群和单细胞也能从混合细胞群中分离出来，即使他们出现的频率低至10-6。经过多年发展，流式细胞分析已成为哺乳动物细胞培养过程重要的研究工具；对生物制药产品的在线监测系统也已应用到细胞培养当中。这推进了基于细胞表面表达蛋白分子，利用抗体或配体交联荧光素来分选细胞的方法的应用。
1.细胞表面蛋白表达在某些杂交瘤细胞株中，细胞表面重组蛋白或抗体与蛋白分泌水平相关。Marder等根据细胞表面抗体染色程度进行分组，比较细胞抗体表达量，提示细胞表面抗体表达水平和杂交瘤细胞分泌性抗体表达量正相关[30]。Brezinsky等在没有筛选剂甲氨蝶呤（MTX）情况下分选表面荧光强度最高的CHO细胞，获得的细胞株的特异性重组蛋白表达水平增加了20-25倍[31]。加入MTX诱导，增加到120倍。不过这样优秀的表现只限制于几个特定细胞株，并不是所有杂交瘤细胞都表现出这种相互关系，甚至源于同一细胞株中的不同个体在细胞表面染色上也有不同结果。
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